Oil Red O

1. Oil Red O染色准备

1.1 Oil Red O原液：将0.5gOil Red O溶于200ml异丙醇中，56℃反应1h。 进一步使用前请先冷却。 室温保存。

1.2 Oil Red O工作液：使用当天新鲜配制。 将四份蒸馏水与六份储备溶液混合。 让溶液静置至少 15 分钟。 将形成沉淀。 通过滤纸过滤溶液，例如3MM Chr Whatman滤纸。 使用前保持室温。

1.3 1×PBS，pH 7.4。

1.4 60% (v/v) 异丙醇的蒸馏水溶液。

2. 固定细胞

2.1 用 PBS 仔细清洗细胞，因为它们很容易从板上脱落。

2.2 每孔加入 1 ml 4% PFA，在水平表面室温孵育 20 分钟，不要摇动或倾斜。

2.3 将 PFA 丢弃在危险废物室中，并在 PBS 中洗涤细胞两次，每次 5 分钟。

3. 盖玻片的安装

3.1 在载玻片中间滴加 40 ml 封固液。

3.2 用镊子从六孔板上取下盖玻片，并用纸巾吸干边缘。 然后将盖玻片放在封固液上（细胞面朝下），注意不要留有气泡。

3.3 室温避光孵育2小时，使封固液凝固。

3.4 用湿纸巾擦去盖玻片上的沉淀物。

3.5 将载玻片置于4℃避光保存。

4. Oil Red O染色

4.1 固定细胞并去除 PBS（参见第 2 节）。

4.2 用60%异丙醇洗涤细胞。

4.3 每孔加入 1.5 ml Oil Red O 工作液，孵育 15-30 分钟。 在显微镜下观察，直至细胞正确染色。 当/如果沉淀开始形成时，请务必停止染色。 用 60% 异丙醇清洗细胞。

4.4 用 1 ml PBS 洗涤细胞并保留在 PBS 中直至进一步使用。

4.5 将盖玻片安装在载玻片上或使用染色细胞通过Oil Red O 提取进行定量。 Oil Red O 染色的细胞可以直接拍照，或者可以使用任何配备 RGB 相机的显微镜获得盖玻片上细胞的更高放大倍数图像。